Centre D’éducation clinique (Français)

Question 1. Quelles sont les caractéristiques cliniques et génétiques de l’hémoglobinurie nocturne paroxystique (HPN)?

l’hémoglobinurie paroxystique nocturne (HPN) est une maladie rare caractérisée par une hémolyse chronique, un risque accru de thrombose veineuse et une insuffisance médullaire. L’hémolyse intravasculaire entraîne une hémoglobine libre qui, à son tour, peut contribuer à la douleur, à la fatigue, à la dysmotilité œsophagienne et à la dysfonction érectile.

L’HPN est également caractérisée par une mutation du gène PIGA et une carence en protéines liées au GPI., La fraction glycophosphoinositol (GPI) permet à un certain nombre de protéines différentes de se fixer à la membrane cellulaire. Il y a plus de 20 gènes requis pour la synthèse des ancres GPI, dont l’un est le gène PIGA situé sur le chromosome X. Une mutation acquise dans le gène PIGA unique chez un mâle, ou dans une copie chez une femelle due à l’inactivation X (lyonisation), est suffisante pour produire des déficiences dans l’expression des protéines liées au GPI., Si cette mutation se produit dans une cellule souche hématologique auto-répliquante, l’expansion de ce « clone” de PNH peut conduire à une population cellulaire déficiente en GPI, potentiellement dans toutes les lignées hématologiques.

Question 2. Pourquoi la cytométrie en flux est-elle utilisée pour diagnostiquer L’HPN?

la cytométrie en flux est sensible et plus informative que l’analyse de mutation. En évaluant simultanément différentes populations cellulaires, la cytométrie en flux peut évaluer la taille du clone PNH dans chacune des lignées cellulaires hématopoïétiques couramment affectées (érythrocytes , granulocytes et monocytes).,1,2 ainsi, la cytométrie en flux peut déterminer si le patient a une expression réduite (partielle) des protéines GPI (ie, PNH type II) ou une absence totale de protéines GPI (ie, PNH type III). Les Patients de type III sont plus susceptibles d’avoir une hémolyse sévère, car l’absence de CD55 lié au GPI rend les RBCs plus sensibles à la lyse médiée par le complément.

Question 3. Quel est le type d’échantillon et la méthode cytométrique en flux utilisés par Quest Diagnostics?

le sang périphérique est le seul échantillon approprié pour les tests de cytométrie en flux HPN. Les échantillons de moelle osseuse ne sont pas recommandés.,

notre test de PNH (code de test 16433) est un test de haute sensibilité qui évalue le CD59 lié au GPI sur les érythrocytes. Il utilise une combinaison de plusieurs marqueurs liés au GPI et du ligand pan-GPI, FLAER (fluorescent aerolysin), pour évaluer les granulocytes et les monocytes. Des antigènes transmembranaires supplémentaires sont utilisés pour distinguer les différentes populations cellulaires.

Question 4. Quelle est la sensibilité du test?

La Sensibilité analytique de notre test est de 0,01%; il peut détecter 1 cellule déficiente en GPI dans 10 000 cellules., Cependant, une hypocellularité suffisante, comme cela peut se produire dans les cas aplasiques, peut limiter la sensibilité. Lorsque cela se produit, il sera indiqué sur le rapport.

Question 5. Quelle est l’importance de la taille du clone PNH au moment du diagnostic?

lors de la présentation, la plupart des patients atteints d’HPN auront un clone dominant d’HPN détectable dans 3 lignées analysées. Cependant, le degré d’hémolyse, la mutation particulière du PIGA et les symptômes présents peuvent influencer la taille du clone., Les petits clones D’HPN (inférieurs à 5%) peuvent également être associés à des syndromes myélodysplasiques (SMD) et à une anémie aplasique, de sorte que la corrélation clinique est essentielle dans les études montrant un petit clone D’HPN.3

la Question 6. Après le diagnostic, quel intervalle de tests de suivi est recommandé?

les directives recommandent de surveiller la taille du clone PNH à intervalles réguliers.1 si le patient est cliniquement stable, une évaluation cytométrique en flux une fois par an peut suffire. Cependant, si les symptômes réapparaissent ou si les résultats d’autres tests de laboratoire démontrent une progression, des tests plus fréquents sont recommandés., La cytométrie en flux sériel est particulièrement utile pour déterminer la réponse après le début de l’immunothérapie par eculizumab.4

chez les patients présentant une anémie aplasique ou une SMD de bas grade et un test initial D’HPN négatif, des tests de suivi pour surveiller l’émergence d’un clone D’HPN peuvent être indiqués.

1. Borowitz MJ, Craig FE, DiGiuseppe JA, et al. Lignes directrices pour le diagnostic et la surveillance de l’hémoglobinurie nocturne paroxsymale et des troubles connexes par cytométrie en flux. Cytométrie B Clin Cytom. 2010;78:211-230.,
2. Hernandez-Campo PM, Almeida J, Sanchez ML, et coll. Modèles normaux d’expression de protéines ancrées au glycosylphosphatidylinositol sur différents sous-ensembles de cellules sanguines périphériques: cadre de référence pour le diagnostic de l’hémoglobinurie nocturne paroxystique. La cytométrie. 2006; 70B: 71-81.
3. Wang H, Chuhjo T, Yasue S, et coll. Signification clinique d’une population mineure de cellules de type hémoglobinurie paroxystique nocturne dans le syndrome d’insuffisance médullaire. Sang. 2002;100:3897-3902.
4. Montagnards P, les Jeunes NS, Schubert J, et coll., L’inhibiteur du complément eculizumab dans l’hémoglobinurie nocturne paroxystique. N Engl J Med. 2006;355:1233-1243.